DETECCIÓN DE ONICOMICOSIS EN LOS ALUMNOS DEL GRUPO BB17 DE LA UAM XOCHIMILCO
INTEGRANTES DEL EQUIPO:
BERMÚDEZ CONTRERAS ANA ISABEL
DEL MONTE VEGA MARTI YARELI
FLORES AVIÑA ARANTZA
HERNÁNDEZ TERÁN ALEJANDRA
JOYA RODRÍGUEZ NURIA REBECA
BERMÚDEZ CONTRERAS ANA ISABEL
DEL MONTE VEGA MARTI YARELI
FLORES AVIÑA ARANTZA
HERNÁNDEZ TERÁN ALEJANDRA
JOYA RODRÍGUEZ NURIA REBECA
Introducción:
En la presente investigación abordaremos el estudio general de la incidencia de la onicomicosis existente en una población determinada; estas fueron tomadas en un 100% por el grupo BB17, la cual será la base de los estudios y análisis que se realizarán, tales como el examen directo y el cultivo de los hongos en medio selectivo.
De esta manera identificaremos el tipo de hongo que se desarrolló en los medios, para posteriormente determinar cual es el más común y su nivel de patogenicidad.
También se muestra la metodología y técnicas de desarrollo para las muestras y la obtención de resultados; como el porcentaje de la población que mostró onicomicosis.
Justificación:
Según las investigaciones que tomamos como base para nuestro marco teórico, la onicomicosis es una enfermedad con alta incidencia, por esto decidimos determinar el número de casos positivos que se presenten en nuestro campo de trabajo para así comprobar las investigaciones previas que se han hecho. Y verificar si es tan común esté tipo de infección, ya que es un problema social, que muchas personas padecen y no le dan la atención necesaria.
DESARROLLO
Para el diagnóstico de laboratorio de micosis:
La confirmación del diagnóstico de micosis se basa en una orientación clínica adecuada y en las pruebas de laboratorio más convenientes. El método debe tener las características siguientes:
1. Poner de manifiesto el parásito en las lesiones. (En nuestro caso no esperamos lesiones)
2. Permitir el aislamiento del hongo por cultivo directo o por medio de animales de laboratorio
3. Identificación del hongo
4. Investigación de las reacciones inmunitarias del huésped
Para que la obtención de muestras se realice de manera adecuada es necesario pedir al individuo que suspenda cualquier tratamiento por lo menos tres días antes; debe recordarse que cualquier sustancia puede inhibir el desarrollo fúngico. La obtención de la muestra, así como su transporte y procesamiento deben llevarse a cabo con estricta técnica estéril.
En general, existen dos métodos diagnósticos de laboratorio para las infecciones micóticas superficiales: la preparación en hidróxido de potasio para examen microscópico directo y el cultivo del hongo en medio selectivo Sabouraud.
Para el diagnóstico de laboratorio de micosis:
La confirmación del diagnóstico de micosis se basa en una orientación clínica adecuada y en las pruebas de laboratorio más convenientes. El método debe tener las características siguientes:
1. Poner de manifiesto el parásito en las lesiones. (En nuestro caso no esperamos lesiones)
2. Permitir el aislamiento del hongo por cultivo directo o por medio de animales de laboratorio
3. Identificación del hongo
4. Investigación de las reacciones inmunitarias del huésped
Para que la obtención de muestras se realice de manera adecuada es necesario pedir al individuo que suspenda cualquier tratamiento por lo menos tres días antes; debe recordarse que cualquier sustancia puede inhibir el desarrollo fúngico. La obtención de la muestra, así como su transporte y procesamiento deben llevarse a cabo con estricta técnica estéril.
En general, existen dos métodos diagnósticos de laboratorio para las infecciones micóticas superficiales: la preparación en hidróxido de potasio para examen microscópico directo y el cultivo del hongo en medio selectivo Sabouraud.
Metodología
Se trabajará con las muestras de cada uno de los 20 alumnos del grupo BB17, tomadas como se indica a continuación.
La afección puede ocurrir en el lecho ungueal (onicomicosis subungueal distal o proximal), en la uña misma (onicomicosis superficial blanca, endonixis y también en etapas tardías de la onicomicosis distal y proximal subungueal), o en el reborde ungueal (onicomicosis proximal subungueal o paroniquia).1
MATERIALES
Medio de cultivo agar inhibidor de moho Sabourard
Cajas Petri
Solución de KOH al 10 o 20%
Agua destilada
Pipeta de 10 mL
Mechero
Microscopio
Perilla
Asas bacteriológicas
Alcohol
Cubreobjetos
Portaobjetos
Matraz Erlenmeyer
Tubos de ensaye
Pinzas de disección
Cortauñas
Bote de muestra
Guantes
Algodón
Tapones (corcho o algodón)
Cinta masking-tape
La toma de muestra para el estudio micológico dependerá del tipo de lesión.
A) TOMA DE MUESTRAS:
La muestra consiste en un trozo de uña con probabilidad de infección, cortada con cortaúñas previamente esterilizado y depositada en un frasco de muestra esterilizado sin que toque ninguna otra superficie, solo la del cortaúñas.
ANTES DE LA TOMA DE MUESTRA:
Debe indicarse al paciente que debe remover el esmalte para uñas y no recortarlas antes de tomar la muestra.
Poner los cortaúñas en vasos de precipitado con alcohol, aproximadamente 30 minutos antes de tomar la muestra.
PASOS:
1.- Limpiar con alcohol etílico la zona de donde se tomará la muestra.
2.- Retirar el cortaúñas del alcohol y dejarlo evaporar unos segundos.
3.- Tomar la muestra cuidadosamente de la parte de la uña afectada (si es que la hay).
4.- Depositarla sin contaminar dentro del frasco de muestra.
5.- Sellar y etiquetar.
NOTA: Para el diagnóstico correcto es indispensable una correcta obtención de muestra, que el paciente no realice tratamiento antifúngico en el momento de recoger la muestra. Otro punto a tener en cuenta es la desinfección de la zona afectada, esto evita el crecimiento de contaminantes y de integrantes de la flora normal del paciente que se confunden con los agentes causales de la lesión. La toma de muestra se ha de hacer en la periferia de la lesión.
PREPARACIÓN DE MUESTRAS:
PASOS:
1.- En tubos de ensaye, se depositan cada una de las muestras.
2.- Se les agrega solución de KOH al 10% hasta que se cubra la muestra.
3.- Se cubre la boca del tubo con tapones de corcho o algodón.
4.- Se deja reposar a temperatura ambiente durante 24 horas.
B) EXAMEN DIRECTO:
PASOS:
1.- De las muestras sumergidas en KOH, se toma el fragmento de la uña con un asa de platino.
2.- Se pone sobre un portaobjetos.
3.- Se cubre con el cubreobjetos.
4.- Se observa al microscopio.
El examen directo es orientativo, la etiología ha de ser confirmada por el cultivo y la identificación de este, ya que en muestras de uñas hiperqueratósica, pueden darse falsos positivos, al confundir los bordes de las células epiteliales con hifas, seguramente debido al color excesivo, al grosor, a la dura queratina ungueal que impide una buena dispersión o al escaso número de elementos fúngicos. 3
Cualquiera que sea la especie infectante, se observan hifas o cadenas ramificadas de artroconidios.4
C) CULTIVO:
Para el cultivo se ocupará únicamente la solución de KOH en la cual se dejó reposar la uña.
Para identificar las especies de dermatofitos se requiere agar inhibidor de moho o Sabouraud.
PROCEDIMIENTO:
1.- Esteriliza el asa de platino calentándola al rojo vivo en la flama del mechero.
2.- Moja la punta del asa con la solución de KOH.
3.- Estría el inóculo en el primer cuadrante de la caja de Petri.
4.- Flamea de nuevo el asa, mójala con la solución y estría el segundo cuadrante.
5.- Repite el paso anterior hasta completar los cuatro cuadrantes.
6.- Al final, después de flamear nuevamente el asa, forma una estría abierta en el centro de la caja.
7.- Tapa inmediatamente la tapa y séllala con masking-tape.
8.- Incuba a 37° de 1 a 3 semanas.
PRECAUCIONES:
· Se debe pasar la boca de los tubos por la flama, al abrirlos y cerrarlos.
· Manipula todo el material estéril dentro de un perímetro de 20 cm alrededor del mechero.
D) IDENTIFICACIÓN DE RESULTADOS:
Las especies se identifican con base en la morfología de las colonias (tasa de crecimiento, textura de la superficie y de cualquier pigmentación), la morfología microscópica (macronidios, micronidios) y, en algunos casos, los requerimientos nutrimentales.
En algunos casos puede llegar a ser necesario el examen en portaobjetos de los hongos que crecieron en el cultivo, la tinción de Gram para identificar su positividad o negatividad así como también sirvió para la detección de su flora de acompañamiento, y la tinción Azul de algodón para tinciones de mohos. 5
El diagnóstico se complementa no solo con el cultivo sino con la valoración de éste, el hallazgo de un dermatofito de una lesión ungueal es causa de una tiña unguium, el aislamiento de moho o levadura puede ser efecto de la contaminación ambiental, de la flora normal del paciente, o del agente de una infección real.
Se trabajará con las muestras de cada uno de los 20 alumnos del grupo BB17, tomadas como se indica a continuación.
La afección puede ocurrir en el lecho ungueal (onicomicosis subungueal distal o proximal), en la uña misma (onicomicosis superficial blanca, endonixis y también en etapas tardías de la onicomicosis distal y proximal subungueal), o en el reborde ungueal (onicomicosis proximal subungueal o paroniquia).1
MATERIALES
Medio de cultivo agar inhibidor de moho Sabourard
Cajas Petri
Solución de KOH al 10 o 20%
Agua destilada
Pipeta de 10 mL
Mechero
Microscopio
Perilla
Asas bacteriológicas
Alcohol
Cubreobjetos
Portaobjetos
Matraz Erlenmeyer
Tubos de ensaye
Pinzas de disección
Cortauñas
Bote de muestra
Guantes
Algodón
Tapones (corcho o algodón)
Cinta masking-tape
La toma de muestra para el estudio micológico dependerá del tipo de lesión.
A) TOMA DE MUESTRAS:
La muestra consiste en un trozo de uña con probabilidad de infección, cortada con cortaúñas previamente esterilizado y depositada en un frasco de muestra esterilizado sin que toque ninguna otra superficie, solo la del cortaúñas.
ANTES DE LA TOMA DE MUESTRA:
Debe indicarse al paciente que debe remover el esmalte para uñas y no recortarlas antes de tomar la muestra.
Poner los cortaúñas en vasos de precipitado con alcohol, aproximadamente 30 minutos antes de tomar la muestra.
PASOS:
1.- Limpiar con alcohol etílico la zona de donde se tomará la muestra.
2.- Retirar el cortaúñas del alcohol y dejarlo evaporar unos segundos.
3.- Tomar la muestra cuidadosamente de la parte de la uña afectada (si es que la hay).
4.- Depositarla sin contaminar dentro del frasco de muestra.
5.- Sellar y etiquetar.
NOTA: Para el diagnóstico correcto es indispensable una correcta obtención de muestra, que el paciente no realice tratamiento antifúngico en el momento de recoger la muestra. Otro punto a tener en cuenta es la desinfección de la zona afectada, esto evita el crecimiento de contaminantes y de integrantes de la flora normal del paciente que se confunden con los agentes causales de la lesión. La toma de muestra se ha de hacer en la periferia de la lesión.
PREPARACIÓN DE MUESTRAS:
PASOS:
1.- En tubos de ensaye, se depositan cada una de las muestras.
2.- Se les agrega solución de KOH al 10% hasta que se cubra la muestra.
3.- Se cubre la boca del tubo con tapones de corcho o algodón.
4.- Se deja reposar a temperatura ambiente durante 24 horas.
B) EXAMEN DIRECTO:
PASOS:
1.- De las muestras sumergidas en KOH, se toma el fragmento de la uña con un asa de platino.
2.- Se pone sobre un portaobjetos.
3.- Se cubre con el cubreobjetos.
4.- Se observa al microscopio.
El examen directo es orientativo, la etiología ha de ser confirmada por el cultivo y la identificación de este, ya que en muestras de uñas hiperqueratósica, pueden darse falsos positivos, al confundir los bordes de las células epiteliales con hifas, seguramente debido al color excesivo, al grosor, a la dura queratina ungueal que impide una buena dispersión o al escaso número de elementos fúngicos. 3
Cualquiera que sea la especie infectante, se observan hifas o cadenas ramificadas de artroconidios.4
C) CULTIVO:
Para el cultivo se ocupará únicamente la solución de KOH en la cual se dejó reposar la uña.
Para identificar las especies de dermatofitos se requiere agar inhibidor de moho o Sabouraud.
PROCEDIMIENTO:
1.- Esteriliza el asa de platino calentándola al rojo vivo en la flama del mechero.
2.- Moja la punta del asa con la solución de KOH.
3.- Estría el inóculo en el primer cuadrante de la caja de Petri.
4.- Flamea de nuevo el asa, mójala con la solución y estría el segundo cuadrante.
5.- Repite el paso anterior hasta completar los cuatro cuadrantes.
6.- Al final, después de flamear nuevamente el asa, forma una estría abierta en el centro de la caja.
7.- Tapa inmediatamente la tapa y séllala con masking-tape.
8.- Incuba a 37° de 1 a 3 semanas.
PRECAUCIONES:
· Se debe pasar la boca de los tubos por la flama, al abrirlos y cerrarlos.
· Manipula todo el material estéril dentro de un perímetro de 20 cm alrededor del mechero.
D) IDENTIFICACIÓN DE RESULTADOS:
Las especies se identifican con base en la morfología de las colonias (tasa de crecimiento, textura de la superficie y de cualquier pigmentación), la morfología microscópica (macronidios, micronidios) y, en algunos casos, los requerimientos nutrimentales.
En algunos casos puede llegar a ser necesario el examen en portaobjetos de los hongos que crecieron en el cultivo, la tinción de Gram para identificar su positividad o negatividad así como también sirvió para la detección de su flora de acompañamiento, y la tinción Azul de algodón para tinciones de mohos. 5
El diagnóstico se complementa no solo con el cultivo sino con la valoración de éste, el hallazgo de un dermatofito de una lesión ungueal es causa de una tiña unguium, el aislamiento de moho o levadura puede ser efecto de la contaminación ambiental, de la flora normal del paciente, o del agente de una infección real.
RESULTADOS
Se tomaron un total de 20 muestras; 2 mas se sembraron con la uña intacta, sin haber pasado 24 hrs en solución de KOH al 10%.
Para la identificación de los microorganismos se realizó la tinción de Gram y la tinción con azul de algodón.
Los hongos filamentosos se tiñen con mayor dificultad por los colorantes de la tinción de Gram, aunque si se encuentran en número suficiente pueden reconocerse fácilmente a pequeño aumento, y las características de las hifas, la angulación de las ramificaciones y la presencia o ausencia de tabiques permiten diferenciar entre hongos superiores e inferiores.
Con la tinción de Gram, observamos que en los cultivos, los hongos contaban con una flora de acompañamiento, que eran principalmente y podemos decir que en todos los casos, cocos Gramnegativos.
Se utilizó también la tinción de azul de algodón de Lacto fenol que es utilizada para preparaciones en fresco y tinciones de mohos. El fenol destruye la flora acompañante y organismos; el ácido láctico conserva las estructuras fúngicas y el azul algodón tiñe la quitina de las paredes fúngicas.
Con la tinción de azul de algodón se hicieron diferentes observaciones puesto que dependía de la muestra que se tomaba, con esta prueba, identificamos diferentes organismos de acuerdo a sus características fisiológicas.
Se tomaron un total de 20 muestras; 2 mas se sembraron con la uña intacta, sin haber pasado 24 hrs en solución de KOH al 10%.
Para la identificación de los microorganismos se realizó la tinción de Gram y la tinción con azul de algodón.
Los hongos filamentosos se tiñen con mayor dificultad por los colorantes de la tinción de Gram, aunque si se encuentran en número suficiente pueden reconocerse fácilmente a pequeño aumento, y las características de las hifas, la angulación de las ramificaciones y la presencia o ausencia de tabiques permiten diferenciar entre hongos superiores e inferiores.
Con la tinción de Gram, observamos que en los cultivos, los hongos contaban con una flora de acompañamiento, que eran principalmente y podemos decir que en todos los casos, cocos Gramnegativos.
Se utilizó también la tinción de azul de algodón de Lacto fenol que es utilizada para preparaciones en fresco y tinciones de mohos. El fenol destruye la flora acompañante y organismos; el ácido láctico conserva las estructuras fúngicas y el azul algodón tiñe la quitina de las paredes fúngicas.
Con la tinción de azul de algodón se hicieron diferentes observaciones puesto que dependía de la muestra que se tomaba, con esta prueba, identificamos diferentes organismos de acuerdo a sus características fisiológicas.
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